Исследование клеток Сертоли и сперматогенных клеток крыс при экспериментально индуцированном метаболическом синдроме и проведении бальнеофизиотерапии

Введение. Метаболический синдром (МС) может быть причиной нарушения сперматогенеза и ухудшения параметров спермограммы. Однако механизмы влияния МС на формирующиеся сперматогенные клетки остаются неясными. Сложность этой актуальной проблемы андрологии и репродуктологии и противоречивость опубликованных данных свидетельствуют о целесообразности использования экспериментальных моделей МС для ее решения.

Цель исследования – изучение особенностей течения профазы I мейоза и активности процессов фагоцитоза и аутофагии в клетках Сертоли крыс с экспериментально вызванным МС и при проведении лечебно-профилактических процедур во время развития экспериментального МС.

Материалы и методы. Эксперимент проведен на 12 половозрелых самцах крыс. Животные были разделены на 3 равные группы: 1-я группа – самцы, рацион питания которых был стандартным; 2-я группа – самцы, рацион которых в течение 60 сут характеризовался высоким содержанием жира и фруктозы; 3-я группа – самцы, получавшие сульфатные минеральные воды и подвергавшиеся воздействию низкоинтенсивного электромагнитного излучения сверхвысокой частоты. Клетки семенников исследовали с помощью световой и трансмиссионной электронной микроскопии. Впервые у животных с МС проведено иммуноцитохимическое исследование особенностей синапсиса хромосом в профазе I мейоза на основе анализа распластанных синаптонемных комплексов мейотических хромосом и иммуноцитохимического анализа клеток Сертоли и клеток сперматогенного ряда в препаратах давленых клеток семенных канальцев. Для статистической обработки данных использовали параметрический t-критерий Стьюдента и непараметрический U-критерий Манна–Уитни.

Результаты. В результате гистологического исследования структуры семенных канальцев животных 3 групп выявлено статистически значимое снижение индекса сперматогенеза во 2-й и 3-й группах по сравнению с контролем. Иммуноморфологически в распластанных ядрах первичных сперматоцитов крыс 2-й и 3-й групп обнаружены нарушения архитектоники ядер, формирование фрагментов синаптонемных комплексов, а также многочисленных включений, окрашивающихся антителами к белку SCP3. Признаки пахитенного ареста выявлены в 40–50 % ядер сперматоцитов у крыс 2-й группы. При исследовании препаратов давленых клеток семенных канальцев крыс 2-й и 3-й групп в цитоплазме клеток Сертоли обнаружены следы фагоцитированных синаптонемных комплексов, что доказано с помощью окрашивания антителами к белку SCP3. Таким образом, получены доказательства фагоцитоза дегенерирующих первичных сперматоцитов клетками Сертоли. В клетках Сертоли, сперматоцитах и сперматидах обнаружено множество аутофагосом, маркером которых является белок LC3B. Наличие аутофагосом в клетках Сертоли и клетках сперматогенного ряда у животных этих 2 групп подтверждено и при электронной микроскопии. У самцов крыс 2-й группы выявлены значительные нарушения в структуре пахитенных ядер. В цитоплазме клеток Сертоли и сперматидах крыс 2-й группы выявлены липидные капли, многочисленные фаголизосомы, содержащие клеточный детрит. Обнаружено повреждение структуры и фагоцитоз митохондрий в клетках Сертоли и сперматоцитах. Ауто фагия в клетках Сертоли и клетках сперматогенного ряда была наиболее ярко выражена у животных 3-й группы.

Заключение. У самцов крыс с экспериментальным МС выявлены значительные нарушения в структуре ядер мейотических клеток, высокое содержание первичных сперматоцитов с признаками пахитенного ареста. Полученные результаты согласуются с данные других авторов, сообщивших о снижении количества сперматозоидов в эпидидимисах крыс и мышей при моделировании МС. Предполагается, что активация аутофагии является важным фактором поддержки жизнеспособности клеток Сертоли и половых клеток в стрессовых ситуациях, в том числе при МС. По-видимому, аутофагия выступает как адаптивный механизм, обеспечивающий удаление остатков апоптических сперматогенных клеток, подвергшихся селекции в результате развития МС.

1. Gómez-Elías M.D., Rainero Cáceres T.S., Giaccagli M.M. et al. Association between high-fat diet feeding and male fertility in high reproductive performance mice. Sci Rep 2019;9(1):18546. DOI: 10.1038/s41598-019-54799-3.

2. Carlsen E., Giwercman A., Keiding N., Skakkeback N.E. Evidence for decreasing quality of semen during past 50 years. Br Med J 1992;305:609–13. DOI: 10.1136/bmj.305.6854.609.

3. Foresta C., Moro E., Ferlin A. Y chromosome microdeletions and alterations of spermatogenesis. Endocrine Reviews 2001;22(2):226–39. DOI: 10.1210/edrv.22.2.0425.

4. Епанчинцева Е.А., Селятицкая В.Г., Свиридова М.А., Лутов Ю.В. Медико-социальные факторы риска бесплодия у мужчин. Андрология и генитальная хирургия 2016;17(3):47–53. DOI: 10.17650/2070-9781-2016-17-3-47-53. DOI: 10.17650/2070-9781-2016-17-3-47-53.

5. Campbell J.M., Lane M., Owens J.A., Bakos H.W. Paternal obesity negatively affects male fertility and assisted reproduction outcomes: a systematic review and meta-analysis. Reprod Biomed Online 2015;31(5):593–604. DOI: 10.1016/j.rbmo.2015.07.012.

6. Belloc S., Cohen-Bacrie M., Amar E. et al. High body mass index has a deleterious effect on semen parameters except morphology: results from a large cohort study. Fertil Steril 2014;102(5):1268–73. DOI: 10.1016/j.fertnstert.2014.07.1212.

7. Davidson L.M., Millar K., Jones C. et al. Deleterious effects of obesity upon the hormonal and molecular mechanisms control ling spermatogenesis and male fertility. Hum Fertil (Camb) 2015;18(3):184–93. DOI: 10.3109/14647273.2015.1070438.

8. MacDonald A.A., Herbison G.P., Showell M., Farquhar C.M. The impact of body mass index on semen parameters and reproductive hormones in human males: a systematic review with meta-analysis. Hum Reprod 2010;16(3):293–311. DOI: 10.1093/humupd/dmp047.

9. Vigueras-Villaseñor R.M., Rojas-Castañeda J.C., Chávez-Saldaña M. et al. Alterations in the spermatic function generated by obesity in rats. Acta Histochem 2011;113(2):214–20. DOI: 10.1016/j.acthis.2009.10.004.

10. Turner J.M.A., Mahadevaiah S.K., Fernandez-Capetillo O. et al. Silencing of unsynased meiotic chromosomes in the mouse. Genetics 2005;37(1):41–7. DOI: 10.1038/ng1484.

11. Kolomiets O.L., Atsaeva M.M., Dadashev S.Ya. et al. Damage to synaptonemal complex structure and peculiarities of selection of mouse spermatocytes I at response to drug administration. Russian Journal of Genetics 2013;49(11):1098–106. DOI: 10.1134/S1022795413110100.

12. Богданов Ю.Ф., Коломиец О.Л. Синаптонемный комплекс – индикатор мейоза и изменчивости хромосом. М., 2007. 358 с. [Bogdanov Yu.F., Kolomiets O.L. Synaptonemal complex as indicator of chromosome variability. Moscow, 2007. 358 p. (In Russ.)].

13. Королев Ю.Н., Никулина Л.А., Гениатулина М.С. и др. Профилактика ранних постстрессорных нарушений в семенниках крыс при применении питьевой сульфатной минеральной воды в сочетании с цинком и кремнием. Вопросы курортологии, физиотерапии и лечебной физической культуры 2011;(5):33–5.

14. Королев Ю.Н., Курило Л.Ф., Гениатулина М.С. и др. Пострадиационные нарушения в семенниках крыс и их профилактика при применении питьевой сульфатной минеральной воды. Проблемы репродукции 2003;9(6):16–9.

15. Королев Ю.Н., Гениатулина М.С., Никулина Л.А., Михайлик Л.В. Ультраструктурные проявления регенеративных процессов в клетках Сертоли при действии низкоинтенсивного электромагнитного излучения в условиях стресса у крыс. Вопросы курортологии, физиотерапии и лечебной физической культуры 2015;92(3): 40–4.

16. Королев Ю.Н., Никудина Л.А., Михайлик Л.В. Метаболические и ультраструктурные механизмы адаптации при первично-профилактическом действии низкоинтенсивного электромагнитного излучения в условиях нормы и радиации. Вопросы курортологии, физиотерапии и лечебной физической культуры 2019;(5):44–50.

17. Ухов Ю.И., Астраханцев А.Ф. Морфометрические методы в оценке функционального состояния семенников. Архив анатомии, гистологии и эмбриологии 1983;84(3):66–72.

18. Navarro J., Vidal F., Guitart M., Egozcue J. A method for the sequential study of synaptonemal complexes by light and electron microscopy. Hum Genet 1981;59(4): 419–21. DOI: 10.1007/BF00295483.

19. Kolomiets O.L., Matveevsky S.N., Bakloushinskaya I.Y. Sexual dimorphism in prophase I of meiosis in the Northern mole vole (Ellobius talpinus Pallas, 1770) with isomorphic (XX) chromosomes in males and females. Comp Cytogenet 2010;4(1):55–66. DOI: 10.3897/compcytogen.v4i1.25.

20. Page J., Suja J.A., Santos J.L., Rufas J.S. Squash procedure for protein immunolocalization in meiotic cells. Chromosome Res 1998;6(8):639–42. DOI: 10.1023/a:1009209628300.

21. Moens P.B., Earnshaw W.C. Anti-topoiso-merase II recognizes meiotic chromosome cores. Chromosoma 1989;98(5):317–22. DOI: 10.1007/BF00292383.

22. Kerr J.B. Ultrastructure of the seminiferous epithelium and intertubular tissue of the human testis. J Electron Microsc Tech 1991;19(2):215–40. DOI: 10.1002/jemt.1060190208.

23. Kroemer G., Marino G., Levine B. Autophagy and the integrated stress response. Mol Cell 2010;40(2):280–93. DOI: 10.1016/j.molcel.2010.09.023

24. Eid N., Ito Y., Horibe A., Hamaoka H., Kondo Y.A. Method for in vivo induction and ultrastructural detection of mitophagy in Sertoli cells. Methods Mol Biol 2018;1748: 103–12. DOI: 10.1007/978-1-4939-7698-0_9.

25. Oliveira P.F., Martins A.D., Moreira A.C. et al. The Warburg effect revisited – lesson from the Sertoli cell. Med Res Rev 2015; 35(1):126–51. DOI: 10.1002/med.21325.

26. Bao Z.Q., Liao T.T., Yang W.R. et al. Heat stress-induced autophagy promotes lactate secretion in cultured immature boar Sertoli cells by inhibiting apoptosis and driving SLC2A3, LDHA, and SLC16A1 expression. Theriogenology 2017;87:339–48. DOI: 10.1016/j.theriogenology.2016.09.016.

27. Королев Ю.Н., Никулина Л.А., Михайлик Л.В. Влияние низкоинтенсивного электромагнитного излучения на семенники крыс при метаболическом синдроме. Вопросы курортологии, физиотерапии и лечебной физической культуры 2020;97(6-2):59–60.

28. Homolka D., Jansa P., Forejt J. Genetically enhanced asynapsis of autosomal chromatin promotes transcriptional dysregulation and meiotic failure. Chromosoma 2012;121(1):91–104. DOI: 10.1007/s00412-011-0346-5.

29. Turner J., Mahadevaiah S., Fernandez-Capetillo O. et al. Silencing of unsynased meiotic chromosomes in the mouse. Genetics 2005;37(1):41–7. DOI: 10.1038/ng1484.

30. Hu X., Ge X., Liang W. et al. Effects of saturated palmitic acid and omega-3 polyunsaturated fatty acids on Sertoli cell apoptosis. Syst Biol Reprod Med 2018;64(5):368–80. DOI: 10.1080/19396368.2018.1471554.

31. Horibe A., Eid N., Ito Y., Otsuki Y., Kondo Y. Ethanol-induced autophagy in Sertoli cells is specifically marked at androgen-dependent stages of the spermatogenic cycle: potential mechanisms and implications. Int J Mol Sci 2019;20(1): 184. DOI: 10.3390/ijms20010184.